固相萃取-高效液相色谱法测定环境水样中的烟碱类杀虫剂
周庆祥*1 肖军平2 丁玉杰1
1 河南师范大学化学与环境科学学院，河南省环境污染控制重点实验室，河南，新乡 453007；2 北京科技大学化学系，北京，100083
关键词：固相萃取，多壁碳纳米管，烟碱类杀虫剂
叶存玲（13083823103）丁玉杰（13623908976）E-mail:dingyujie2000@163.com
通讯地址：河南省新乡市建设路46号、河南师范大学化学与环境科学学院

1 引言
   噻虫嗪，吡虫啉和啶虫脒是新一代烟碱类杀虫剂，以其活性更高，杀虫谱更广，安全性更好，持效期更长等优点广泛应用于水稻、小麦、棉花等作物上的蚜虫等刺吸式口器害虫的防治。但是这些农药在防治害虫的同时，也通过渗透等方式污染了环境。因此，有必要建立一种高效灵敏的分析方法对其在环境中的残留进行监控。目前，已有多种检测技术应用于此类化合物的监测。如气相色谱-质谱联用[1]，液相色谱[2，3]、酶联免疫分析[4，5]等，但是由于此类化合物在环境中残留的浓度较低，而且环境水体基质比较复杂，所以采用一种先进的样品前处理技术去除水体中的基质干扰又将目标化合物进行预富集可显著提高分析灵敏度。已用于富集此类化合物的样品前处理技术有：固相萃取[6]、微波辅助萃取[7]、搅拌棒吸附萃取[8]等。其中固相萃取方法稳定、装置简单、使用有机溶剂少，故应用广泛。常用的固相萃取吸附剂有C18, Oasis HLB等，碳纳米管作为一种新型碳质纳米材料，比表面积大，吸附性能好，受到了研究工作者的重视。本实验室曾用其对环境污染物西玛津、阿特拉津等三嗪类杀虫剂，磺酰脲类杀虫剂，菊酯类杀虫剂和DDT类杀虫剂的富集性能进行了考察，结果表明，碳纳米管对环境中的诸多有机污染物具有较强的富集能力。本实验以多壁碳纳米管为吸附剂，考察了多壁碳纳米管对环境中的噻虫嗪、吡虫啉和啶虫脒等烟碱类杀虫剂的富集性能。并将此样品前处理技术与高效液相检测技术相联建立了环境中此类化合物的痕量分析检测方法，将其应用于环境中实际水体的检测，取得了令人满意的效果。

2 仪器与药品、试剂
仪器：日本岛津LC-10ATvp高效液相色谱仪；SPD-10Avp紫外可见检测器，CS-LIGHT色谱数据工作站；色谱分离柱:SHIMADZU VP-ODS C18，(250×4.6mm,5µm)。色谱分离条件：流动相：甲醇：水=45：55(v/v),流速：0.5mLmin-1,检测波长：254nm,进样量：20µl。
药品：噻虫嗪，吡虫啉(纯度95.3%)，啶虫脒(纯度98%)
试剂：HPLC级甲醇和乙腈购于Scharlau Chemie SA公司。超纯水由实验室Ultra clear超纯水体系自制。浓盐酸、氢氧化钠及其它试剂均为分析纯级。分析的水样为实验室自来水、河南师范大学家属院内地下水、河南省新乡市人民公园湖水，实验前将水样经0.45µm微孔膜过滤并储存于棕色瓶中避光保存备用。

3 实验步骤
    实验用固相萃取柱是自制的多壁碳纳米管固相萃取柱(0.1g)，用100ml甲醇和100ml超纯水清洗。实验前分别用10ml甲醇和10ml超纯水活化固相萃取柱，500ml样品溶液(pH值为3~5)以5mLmin-1的流速过柱富集后，用10ml超纯水淋洗残存于柱上的杂质，真空干燥30min，用4ml甲醇洗脱分析物，摇匀洗脱液，静置10min，取20µl进入HPLC中检测。
4 结果与讨论
    本实验对可能影响富集的因素如洗脱剂及洗脱剂的体积、样品溶液流速、样品溶液的酸度及体积等进行了优化，最终确立了实验的最佳条件为：洗脱剂为4ml甲醇，样品溶液流速为5mLmin-1，样品溶液酸度为(pH值为3~5)，体积为500ml。方法的检测限、线性范围、精密度及环境水样中三种分析物的加标回收率见表1和表2。实验结果表明，多壁碳纳米管作为固相萃取吸附剂对环境水样中的噻虫嗪、吡虫啉、啶虫脒等三种烟碱类杀虫剂有较强的富集性能，以多壁碳纳米管为填料的SPE-HPLC环境分析方法可用于环境水样中痕量的烟碱类杀虫剂的常规分析。

表1 检测限、RSD、线性范围

表2 环境水样中噻虫嗪、吡虫啉、啶虫脒的加标回收率

参 考 文 献
[1] S. Rossi, A. G. Sabatini, R. Cenciarini, et al. Use of High-Performance Liquid Chromatography–UV and Gas Chromatography– Mass Spectrometry for Determination of the Imidacloprid Content of Honeybees, Pollen, Paper Filters, Grass, and Flowers. J. Chromatographia, 2005, 61 (3-4): 189-195.
[2] J. M. Bonmatin, I. Moineau, R. Charvet, et al. A LC/APCI-MS/MS Method for Analysis of
Imidacloprid in Soils, in Plants, and in Pollens. Anal. Chem. 2003, 75, 2027-2033.
[3] Amadeo R. Fernandez-Alba, Antonio Valverde, Ana Agiiera, et al. Determination of imidacloprid in vegetables by high performance. liquid chromatography with diode-array detection. Journal of Chromatogr A, 1996, 721: 97-105.
[4] EIKI WATANABE, HEESOO EUN, KOJI BABA, et al. Evaluation and Validation of a Commercially Available Enzyme-Linked Immunosorbent Assay for the Neonicotinoid Insecticide Imidacloprid in Agricultural Samples. J. Agric. Food Chem. 2004, 52, 2756-2762.
[5] Eiki Watanabe, Heesoo Eun, Koji Baba, et al. Rapid and simple screening analysis for residual imidacloprid in agricultural products with commercially available ELISA. Analytica Chimica Acta 2004, 521: 45–51.
[6] Sundaram Baskaran, Rai S. Kookana, Ravendra Naidu. Determination of the insecticide imidacloprid in water and soil using high-performance liquid chromatography. Journal of Chromatogr A, 1997, 787, 271-275.
[7] SHASHI B. SINGH, GREGORY D. FOSTER, SHAHAMAT U. KHAN. Microwave-Assisted Extraction for the Simultaneous Determination of Thiamethoxam, Imidacloprid, and Carbendazim Residues in Fresh and Cooked Vegetable Samples. J. Agric. Food Chem. 2004, 52, 105-109.
[8] C. Blasco, G. Font, Y. Picó. Comparison of microextraction procedures to determine pesticides
in oranges by liquid chromatography–mass spectrometry. Journal of Chromatogr A, 2002, 970, 201–212.